Q-PCR全稱Quantitative Polymerase Chain Reaction 是一種用于定量檢測DNA或RNA的技術，常用于測定基因表達水平、檢測病原體和研究基因變異等領域。今天我們要詳細介紹的是Q-PCR 的計算原理及過程
一、計算原理：
Q-PCR基于PCR技術，通過在PCR反應中引入熒光探針或熒光染料，可以實時監測PCR反應的進程。Q-PCR測量的是PCR反應的指數增長階段，通過測量熒光信號的強度，可以推斷起始模板的數量。
PCR 擴增的速率大家都知道，就是簡單的指數增長，也就是 1 變 2，2 變 4，4 變 8 以此擴增。數學形式就是 2 的 ct 次方，但是實際過程中的增量應該是（1+e）的 ct 次方，e 是擴增效率也稱擴增系數。一般我們都假設 e 為 1。正常的?Q-PCR?我們都會有一個閾值，也就是我們平常說的平臺期。
簡單的說在平臺期的所有基因擴增的數目是一致的。而唯一有區別的則是 ct 值的不同。Ct 值的含義是：每個反應管內的熒光信號達到設定的域值時所經歷的循環數 (cycle)。所以不難推斷出 ct 值越小，反應擴增到達平臺期所需循環數越少，目的基因起始含量越高。下面我們用一個公式進行推導過程：
PCR產物量= 2^ct*起始模板量
起始模板量= PCR產物量/2^ct =起始模板量*21- ct
得出以下兩個等式：
待檢基因起始模板量= PCR產物量*2^ - ct(待檢基因)
內參基因起始模板量= PCR產物量*2^- ct(內參基因)
由于 PCR 產物量是相同的。兩式上下相除得：
待檢基因起始模板量/內參基因起始模板量=2^-【ct(待檢基因) -ct (內參基因)】= 2^-Act
觀察基因的變化趨勢，則需要與空白處理組的待檢基因起始模板量/內參基因起始模板量進行比較，兩者相除，如果比值大于 1，則表明該基因處理后上調，如果比值小于 1，則表明該基因處理后表達下調。而兩者相除的結果就是我們經常說的 -ΔΔct。
以 p53 基因為例進行計算：點擊瀏覽
二、過程：
1、模板制備：從樣本中提取DNA或RNA，并進行逆轉錄（如果是RNA），得到cDNA作為PCR的模板。
2、引物設計：設計一對特異性引物，通常包括前向引物和反向引物，用于擴增目標序列。這兩個引物應該能夠特異性地結合到目標序列的兩個相鄰區域。
3、PCR反應：將模板DNA或cDNA與引物、核苷酸、聚合酶等反應物混合，在熱循環條件下進行PCR反應。PCR反應通常包括初始變性步驟（解鏈DNA），循環變性步驟（使引物與模板結合）、延伸步驟（聚合酶合成新鏈）和最終延伸步驟。
4、實時監測：在PCR反應過程中，使用熒光探針或熒光染料實時監測PCR產物的累積量。熒光探針通常包括一個熒光染料和一個與目標序列互補的探針序列，當探針與目標序列結合時，熒光信號增強。熒光信號的強度與PCR產物的數量成正比。
5、數據分析：通過測量熒光信號的增長曲線，可以計算出PCR反應的閾值周期數（Ct值），即熒光信號超過背景噪音的臨界點。Ct值與起始模板的數量成反比，可以用來定量目標序列的豐度。
6、定量分析：通過構建標準曲線，使用已知濃度的模板DNA或cDNA進行Q-PCR反應，并測量其Ct值。根據標準曲線，可以推斷出待測樣品中目標序列的起始模板數量。
需要注意的是，Q-PCR的結果是相對定量的，需要進行標準曲線校正或內部參考基因的使用來進行絕對定量分析。此外，Q-PCR的準確性和可靠性還受到實驗條件、引物設計、PCR效率等多個因素的影響，需要進行嚴格的實驗設計和數據分析。
